海洋生态与环境科学重点实验室知识库

河口生态系统，以其高生产力和营养丰富性，为众多物种的关键生命阶段提供了重要的支持环境。长江口，作为中国的最大河口，以其生态环境的独特性和生物群落的复杂多样性，在河口育幼功能和渔业资源补充机制的研究领域中占据着举足轻重的位置。鱼类浮游生物（包括鱼卵、仔鱼和稚鱼），是鱼类生活史中的重要阶段，其数量和存活率直接反映了未来鱼类资源的生物量和年际变化趋势。在生态系统中，它们作为主要的饵料生物和次级生产力的重要消费者，在能量传递过程中扮演着重要的角色。然而，当前对此领域的相关研究仍然薄弱。因此，开展鱼类浮游生物群落结构研究对揭示该海域鱼类资源的自然补充机制、渔业资源的保护和可持续利用具有重要意义。从微观角度来看，随着基因组学、群体遗传学、转录组学和比较基因组学的不断发展，鱼类基因组研究为理解鱼类群体的遗传结构、适应性演化及其背后的分子机理提供了新的视角。在此背景下，本研究聚焦于长江口鱼类浮游生物，研究其群落结构及其与环境因子的相关性。同时，选择其中的代表性优势物种小眼绿鳍鱼Chelidonichthys spinosus（McClelland，1844），从基因组角度尝试解析其独特的表型特征和洄游行为背后的适应性机制，取得的主要研究结果如下：

（1）在2013至2023年连续开展的11个春季航次中，共采集鱼类浮游生物1517尾，隶属于21科30种；在2013至2022年连续开展的10个秋季航次中，共采集鱼类浮游生物1175尾，隶属于16科24种。优势度分析结果表明，春季的主要优势种为小眼绿鳍鱼、白氏银汉鱼、白姑鱼、凤鲚、康氏小公鱼、鳀、松江鲈、小黄鱼和有明银鱼，而秋季的主要优势种为刀鲚、鳀、龙头鱼、凤鲚、日本鱵、白氏银汉鱼和白姑鱼。长期观测及空间分布分析表明，鱼类浮游生物的群落结构发生了显著变化，主要是优势种的改变和分布范围的缩小，特别是小眼绿鳍鱼成为新的春季优势物种。CCA分析指出，温度和叶绿素a是影响长江口春季鱼类浮游生物群落变动的关键因素；深度、温度和溶解氧含量则是影响秋季鱼类浮游生物群落结构变动最显著的环境变量。

（2）通过基于体长频率的贝叶斯生长模型（LBB）分析发现，长江口小眼绿鳍鱼成鱼的资源呈衰退的趋势。但从早期资源的相对丰度来看，它仍是长江口春季鱼类早期资源的优势物种之一。时空分布的结果表明，小眼绿鳍鱼的产卵期主要集中在春季，其分布区主要在长江口的南部海域。CCA分析显示，温度是影响小眼绿鳍鱼早期资源变动的主要因素。多物种组合分布模型预测提示，随着全球变暖，小眼绿鳍鱼的分布范围正在缩小并有北移的趋势。

（3）利用Illumina、PacBio和Hi-C测序技术，测定了小眼绿鳍鱼的基因组数据。经过数据质控、组装和Hi-C辅助精细组装后，获得了624.7 Mb的小眼绿鳍鱼的染色体水平组装基因组，其中contig N50为13.77 Mb，scaffold N50为28.11 Mb，99.29%的测序序列成功组装到24条染色体上。基因组注释发现，重复序列占基因组的35.96%，并成功预测出25, 358个蛋白编码基因（其中24, 072个成功注释到数据库），6, 326个tRNA、962个rRNA、947个miRNA以及82个伪基因。

（4）采集了中国南海、东海、黄渤海和日本海域共四个群体的小眼绿鳍鱼样品，对其中的41尾样品进行了全基因组重测序，初步揭示了这些群体之间的遗传结构、遗传多样性以及生物过程和分子功能上的差异。在小眼绿鳍鱼的41个重测序基因组中共检测到86, 257, 309个SNP和36, 488, 660个InDel。系统进化树和主成分分析共同显示，小眼绿鳍鱼的不同地理群体在遗传上存在显著的差异，尤其是日本海域群体与其他三个群体存在较大的差异。虽然四个地理群体之间的遗传分化较小，但是遗传多样性在群体间存在一定的差异，其中日本海域群体的遗传多样性最高。GO和KEGG富集分析揭示了不同地理群体之间在生物过程和分子功能上的差异，这些差异可能与群体的环境适应和生存策略有关。LD衰减分析显示，东海群体的LD衰减速度最慢，而南海群体的LD衰减速度最快，这反映了不同群体的遗传结构和历史人口动态的差异。

（5）通过高通量转录组测序技术，对小眼绿鳍鱼的不同组织进行了系统的转录组分析，并成功鉴定了参与胸鳍适应性进化的关键表达通路及潜在候选基因。本研究共识别出25, 267个基因，其中包括197个新发现的基因。通过差异表达基因（DEGs）分析，鉴定出与胸鳍游离特征相关的131个DEGs，与胸鳍色泽鲜艳特征相关的14个DEGs，以及与红色皮肤特征相关的22个DEGs。GO和KEGG富集分析结果表明，游离胸鳍组织的DEGs主要在转录因子活性和离子转运等生物过程显著富集，这可能与游离胸鳍在攻击、捕食和运动等过程中发挥的特殊生物学功能相关；DEGs在TGF-beta信号通路的显著富集可能在细胞增殖、分化及组织发育中发挥关键作用，对鱼类的形态构成及其适应性演化具有重要影响；此外，DEGs在酪氨酸代谢和黑色素生成通路的显著富集，这可能与小眼绿鳍鱼的体色形成与色素沉着的调控机制相关。

（6）比较基因组学分析发现，包含小眼绿鳍鱼在内的17个物种中共检测到17, 049个基因家族，其中小眼绿鳍鱼特有基因的数量为233个，特有基因家族的数量为76个。特有基因家族的GO和KEGG富集分析显示，小眼绿鳍鱼的特有基因家族在化学趋性、核仁组分和跨膜信号受体活性等方面显著富集，这可能与环境感知、细胞增长和蛋白质合成的特异性有关；肠道免疫通路的显著富集可能与肠道中病原体的防御机制相关。单拷贝基因的系统发育树分析显示，小眼绿鳍鱼与裸盖鱼等近缘物种间存在紧密的亲缘关系，这一结果支持了物种的分类关系。白垩纪时期的分歧时间估算为小眼绿鳍鱼与近缘物种系统发育上的分化提供了时间框架。显著扩张和收缩基因家族的富集分析表明，小眼绿鳍鱼在生殖行为、免疫反应和发育行为等方面存在关键的适应性进化，而GTP结合和GTP酶活性的富集可能影响细胞的能量转换和信号转导。正选择基因的分析表明，小眼绿鳍鱼可能在环境适应、基因表达调节和蛋白质稳态等方面演化出特定的优势。插入分析表明，LTR转座子在近1百万年内的活跃插入可能对小眼绿鳍鱼基因组产生了重要影响。

综上所述，本研究基于2013-2023年长江口鱼类浮游生物11年的连续调查数据，通过生态学统计和CCA分析，探究了长时间尺度下长江口鱼类浮游生物群落的结构特征、时空分布及其与环境因子之间的关系。以代表性优势种小眼绿鳍鱼为研究对象，基于全基因组测序技术，组装了第一个鲂鮄科鱼类的染色体水平参考基因组。利用基于全基因组重测序的种群基因组学的技术手段，阐述了小眼绿鳍鱼四个地理群体之间的遗传结构差异和遗传分化程度。通过转录组学的相关分析，解析了小眼绿鳍鱼表型适应性进化的关键表达通路及潜在的候选基因。基于比较基因组学的分析，确认了小眼绿鳍鱼的系统发育地位，探究了小眼绿鳍鱼在生殖行为、免疫反应和发育行为等方面的关键适应性进化。通过多学科的交叉融合，本研究不仅从宏观的角度解析了长江口鱼类浮游生物群落结构的变动规律，而且从微观的层面探究了优势物种的群体遗传差异及其适应性进化机制。这些发现将有助于揭示长江口鱼类资源补充的动态规律、鱼类群体的遗传结构和适应性进化的分子机制，为海洋渔业资源的可持续发展和科学管理奠定理论基础，同时为非模式物种的群体遗传学和表型适应性进化研究提供新参考。

Estuarine ecosystems, with their high productivity and nutrient richness, provide critical support for the key life stages of numerous species. The Yangtze Estuary, as the largest estuary in China, holds a pivotal position in the field of research on estuarine nursery functions and mechanisms of fishery resource replenishment, owing to its unique ecological characteristics and the complex diversity of its biological communities. Ichthyoplankton, including fish eggs and larvae, represents a crucial stage in the development of fish individuals, with their numbers and survival rates directly reflecting the future biomass and interannual trends of fish resources. Within the ecosystem, ichthyoplankton serve as primary prey and significant consumers of secondary productivity, playing a vital role in the process of energy transfer. However, current research in this area remains insufficient. Thus, conducting studies on the community structure of ichthyoplankton is of significant importance for revealing the natural replenishment mechanisms of fish resources in this marine area and developing strategies for ecosystem management and conservation. From a microscopic perspective, with the continuous advancement of genomics, population genetics, transcriptomics, and comparative genomics, fish genome research provides new insights into the genetic structure, adaptive evolution, and the molecular mechanisms behind fish populations. Based on these backgrounds, this study focuses on the ichthyoplankton community structure and its correlation with environmental factors in the Yangtze Estuary. Specifically, the spiny red gurnard (Chelidonichthys spinosus, McClelland, 1844), is chosen as the representative dominant species, which attempts to unravel the adaptive mechanisms behind its unique phenotypic traits and migratory behavior from a genomic perspective. The main research results are as follows:

(1) Throughout 11 spring surveys conducted consecutively from 2013 to 2023, a total of 1517 specimens of ichthyoplankton were collected, belonging to 21 families and 30 species; during 10 autumn surveys from 2013 to 2022, 1175 specimens were collected, belonging to 16 families and 24 species. The main dominant species in spring included Chelidonichthys spinosus, Atherina bleekeri, Pennahia argentata, Coilia mystus, Stolephorus commersonnii, Engraulis japonicus, Trachidermus fasciatus, Larimichthys polyactis, and Salanx ariakensis, while in autumn they were Coilia nasus, Engraulis japonicus, Coilia mystus, Hyporhamphus sajori, Hypoatherina valenciennei, and Pennahia argentata. Long-term observations and spatial distribution analysis revealed significant changes in the community structure of ichthyoplankton, mainly in terms of dominant species shifts and distribution range contraction. Particularly, the spiny red gurnard became the new dominant species in spring. CCA analysis identified temperature and chlorophyll-a as key factors influencing the ichthyoplankton community in the Yangtze Estuary during spring, while depth, temperature, and dissolved oxygen content were the most significant environmental variables affecting the autumn community structure.

(2) Analysis based on the LBB model indicated a decline in the number of adult spiny red gurnards in the Yangtze Estuary. Nonetheless, in terms of early resource relative abundance, it remained one of the dominant species in the estuary during spring. Spatial and temporal distribution results showed that the spawning period of the spiny red gurnard mainly occurred in spring, with the distribution area primarily in the southern waters of the Yangtze Estuary. CCA analysis revealed that temperature was the principal environmental factor affecting the early resources of the spiny red gurnard. Predictions from the multispecies distribution model suggested that with global warming, the distribution range of the spiny red gurnard was shrinking and showing a trend of moving northward.

(3) Using Illumina, PacBio, and Hi-C sequencing technologies, the genomic data of the spiny red gurnard were determined. After data quality control, assembly, and Hi-C-assisted refinement, a 624.7 Mb chromosome-level assembled genome of the spiny red gurnard was obtained, with a contig N50 of 13.77 Mb, a scaffold N50 of 28.11 Mb, and 99.29% of the sequencing sequences assembled into 24 chromosomes. Genome annotation revealed that repeat sequences constituted 35.96% of the genome, and successfully predicted 25, 358 protein-coding genes (24, 072 of which were successfully annotated to the database), 6, 326 tRNAs, 962 rRNAs, 947 miRNAs, and 82 pseudogenes.

(4) Specimens of the spiny red gurnard were collected from four populations in the South China Sea, the East China Sea, the Bohai and Yellow Seas, and the Seas of Japan. The whole-genome resequencing was performed on 41 samples, revealing the genetic structure, genetic diversity, and differences in biological processes and molecular functions among these populations. A total of 86, 257, 309 SNPs and 36, 488, 660 InDels were detected in the 41 resequencing genomes of the spiny red gurnard. Phylogenetic tree and principal component analysis indicated significant genetic differences among the different geographical populations of the spiny red gurnard, especially between the Seas of Japan population and the other three populations. Although genetic differentiation among the four geographical populations was small, genetic diversity varied among populations, with the highest in the Seas of Japan population. GO and KEGG enrichment analysis revealed differences in biological processes and molecular functions among different geographical populations, which might be related to environmental adaptation and survival strategies of the populations. LD decay analysis showed that the East China Sea population had the slowest LD decay rate, while the South China Sea population had the fastest, reflecting the differences in genetic structure and historical population dynamics among different populations.

(5) Through high-throughput transcriptome sequencing technology, systematic transcriptomic analysis was performed on various tissues of the spiny red gurnard, successfully identifying key expression pathways and potential candidate genes involved in pectoral fin adaptive evolution. This study identified 25, 267 gene expressions, including 197 newly discovered genes. Differential gene expression (DEGs) analysis identified 131 DEGs related to the limb-like feature of the pectoral fin, 14 DEGs related to the bright coloration of the pectoral fin, and 22 DEGs related to the red skin feature. GO and KEGG enrichment analysis results indicated significant gene enrichment in biological processes such as transcription factor activity and ion transport in the limb-like pectoral fin tissue, which might be related to the special biological functions of the limb-like pectoral fin in attacking, predation, and locomotion; the significant enrichment of the TGF-beta signaling pathway in the differential expression of the limb-like pectoral fin suggested that this pathway might play a key role in cell proliferation, differentiation, and tissue development, having a significant impact on the morphological composition and adaptive evolution of fish; moreover, significant enrichment of DEGs in tyrosine metabolism and melanogenesis pathways was related to the body color formation and pigmentation regulation mechanism of the spiny red gurnard.

(6) Comparative genomic analysis showed that among 17 species including the spiny red gurnard, 17, 049 gene families were detected, including 233 genes unique to the spiny gurnard and 76 unique gene families. GO and KEGG enrichment analysis of the unique gene families indicated enrichment in functions such as chemotaxis, nucleolar components, and transmembrane signaling receptor activity, which might be related to the spiny gurnard's specialized adaptations to environmental sensing, cell growth, and protein production; significant enrichment in the intestinal immune pathway might be related to the defense mechanism against pathogens in the gut. Phylogenetic analysis of single-copy genes showed a close phylogenetic relationship between the spiny gurnard and closely related species such as Anoplopoma fimbria, supporting the species taxonomic relationship. The estimation of divergence time during the Cretaceous period provided a time frame for the evolutionary differentiation of the spiny red gurnard and related species. Enrichment analysis of significantly expanded and contracted gene families indicated key adaptive evolution of the spiny red gurnard in reproductive behavior, immune response, and developmental behavior, while enrichment in GTP binding and GTPase activity might affect cellular energy conversion and signal transduction. Analysis of positively selected genes suggested that the spiny gurnard may have evolved specific advantages in environmental adaptation, gene expression regulation, and proteostasis. Insertion analysis indicated that active insertion of LTR transposons within the last one million years may have had a significant impact on the genome of the spiny red gurnard.

In summary, this study, based on long-term survey data of ichthyoplankton in the Yangtze Estuary and employing quantitative ecological methods, analyzed the structural characteristics, spatial-temporal distribution, and relationships with environmental factors of the ichthyoplankton community in the Yangtze Estuary. Focusing on the representative dominant species, the spiny red gurnard, and utilizing whole-genome sequencing technology, the first chromosome-level reference genome of a species in the family Triglidae was assembled. Using population genomics techniques based on whole-genome resequencing, the genetic structure differences and degree of genetic differentiation among four geographical populations of the spiny red gurnard were elucidated. Through transcriptomic analysis, key expression pathways and potential candidate genes involved in the phenotypic adaptive evolution of the spiny red gurnard were analyzed. Comparative genomic analysis confirmed the phylogenetic status of the spiny red gurnard and explored its key adaptive evolution in reproductive behavior, immune response, and developmental behavior. This interdisciplinary study not only analyzed the changing patterns of the ichthyoplankton community structure in the Yangtze Estuary from a macroscopic perspective but also explores the population genetic differences and adaptive evolution mechanisms of the dominant species from a microscopic level. These findings will help reveal the dynamic replenishment patterns of fish resources in the Yangtze Estuary, the genetic structure of fish populations, and mechanisms of adaptive evolution, laying a theoretical foundation for the sustainable development and scientific management of marine fishery resources, while also providing new references for the study of population genetics and phenotypic adaptive evolution in non-model species.

第1章 绪论 1

1.1 河口鱼类浮游生物研究进展 1

1.1.1 河口生态系统中鱼类浮游生物研究的整体概述 3

1.1.2 河口鱼类浮游生物群落结构的概述 7

1.1.3 河口鱼类浮游生物群落结构的影响因素 15

1.1.4 长江口鱼类浮游生物群落结构的研究现状 20

1.2 鱼类基因组学研究进展及其在渔业资源保护研究中的应用 21

1.2.1 基因组测序技术的发展 22

1.2.2 鱼类全基因组研究现状 22

1.2.3 鱼类基因组重测序研究现状 25

1.2.4 鱼类转录组学研究现状 27

1.2.5 鱼类基因组在渔业资源保护中的应用 29

1.3 代表性优势种小眼绿鳍鱼的研究进展 31

1.4 本研究的目的及意义 32

1.5 本研究的内容及技术路线图 33

第2章 长江口鱼类浮游生物群落结构特征 35

2.1 引言 35

2.2 材料与方法 35

2.2.1 数据来源 35

2.2.2 物种鉴定 36

2.2.3 数据分析 36

2.3 结果 37

2.3.1 春季群落结构特征 37

2.3.2 秋季群落结构特征 46

2.3.3 季节性差异 53

2.4 讨论 55

2.4.1 长江口鱼类浮游生物物种组成的变化 55

2.4.2 长江口鱼类浮游生物群落结构的年际变化 56

2.4.3 环境变量对长江口鱼类浮游生物群落结构的影响 57

2.5 小结 58

第3章 小眼绿鳍鱼的时空分布特征 61

3.1 引言 61

3.2 材料与方法 61

3.2.1 数据来源 61

3.2.2 资源评估模型 61

3.3 结果 63

3.3.1 小眼绿鳍鱼资源量的评估 63

3.3.2 小眼绿鳍鱼早期资源的时空变化 64

3.3.3 小眼绿鳍鱼早期资源的影响因素 65

3.4 讨论 67

3.4.1 小眼绿鳍鱼种群资源量的变化趋势 67

3.4.2 小眼绿鳍鱼早期资源的时空分布 67

3.4.3 小眼绿鳍鱼早期资源变动的影响因素 67

3.5 小结 68

第4章 小眼绿鳍鱼的高质量参考基因组 69

4.1 引言 69

4.2 材料与方法 69

4.2.1 样品来源 69

4.2.2 基因组DNA的提取及检测 70

4.2.3 基因组文库的构建 71

4.2.4 原始数据质控 72

4.2.5 基因组特征评估 73

4.2.6 基因组组装 73

4.2.7 Hi-C辅助组装 73

4.2.8 基因组质量评估 74

4.2.9 基因组注释 74

4.3 结果 76

4.3.1 小眼绿鳍鱼的测序结果及质量评估 76

4.3.2 小眼绿鳍鱼的基因组特征 78

4.3.3 小眼绿鳍鱼的基因组组装 79

4.3.4 小眼绿鳍鱼的基因组注释 83

4.4 讨论 87

4.4.1 基因组的测序和组装 87

4.4.2 基因组的注释 88

4.5 小结 88

第5章 小眼绿鳍鱼的群体遗传结构 89

5.1 引言 89

5.2 材料与方法 89

5.2.1 样本采集 89

5.2.2 基因组DNA的提取及检测 89

5.2.3 建库和测序 89

5.2.4 原始数据过滤 90

5.2.5 参考基因组比对 90

5.2.6 变异检测和注释 90

5.2.7 群体结构分析 90

5.2.8 连锁不平衡分析 91

5.2.9 选择性消除分析 91

5.3 结果 93

5.3.1 重测序数据统计和参考基因组比对 93

5.3.2 SNP变异检测和注释 96

5.3.3 InDel变异检测和注释 97

5.3.4 群体结构分析 99

5.3.5 连锁不平衡分析 103

5.3.6 选择性消除分析 104

5.4 讨论 117

5.4.1 小眼绿鳍鱼群体遗传变异数据库的构建 117

5.4.2 小眼绿鳍鱼的群体遗传结构 118

5.4.3 小眼绿鳍鱼的群体遗传多样性 119

5.5 小结 124

第6章 小眼绿鳍鱼的适应性研究 125

6.1 引言 125

6.2 材料与方法 125

6.2.1 样品采集 125

6.2.2 RNA提取及检测 126

6.2.3 建库和测序 126

6.2.4 数据分析 126

6.2.5 比较基因组学分析 127

6.3 结果 129

6.3.1 转录组测序数据统计 129

6.3.2 参考基因组的比对 131

6.3.3 基因定量 131

6.3.4 差异表达基因 136

6.3.5 结构与变异 145

6.3.6 比较基因组学 149

6.4 讨论 168

6.4.1 小眼绿鳍鱼转录组样本的选取依据 168

6.4.2 不同表型胸鳍间差异表达基因的筛选 169

6.4.3 不同表型皮肤间差异表达基因的筛选 169

6.4.4 差异表达基因的富集分析 170

6.4.5 比较基因组学分析 171

6.5 小结 173

第7章 结论与展望 175

7.1 研究总结 175

7.2 主要创新点 177

7.3 存在的不足 177

7.4 展望 177

参考文献 179

附录一  补充表 207

致  谢 211

作者简历及攻读学位期间发表的学术论文与其他相关学术成果 213

图目录

图1 1 本研究采用的系统综述方法 3

图1 2 1951-2022年河口鱼类浮游生物相关研究的论文统计 4

图1 3 河口鱼类浮游生物最重要的关键词之间的聚类分析 5

图1 4 河口鱼类浮游生物相关学者之间的聚类分析 5

图1 5 1951-2022 年不同国家发表的河口鱼类浮游生物的论文数量 6

图1 6 对开展河口鱼类浮游生物评估研究的国家进行聚类分析 7

图1 7 世界各地河口鱼类浮游生物的研究状况 7

图1-8 本研究的技术路线图 33

图2-1 长江口鱼类浮游生物调查站位信息 36

图2-2 2013-2023年长江口春季鱼类浮游生物优势种组成的长期变化 37

图2-3 2013-2023年长江口春季鱼类浮游生物群落结构的年际间差异 40

图2-4 2013-2023年长江口春季鱼类浮游生物（CPUE）的空间分布特征 43

图2-5长江口春季鱼类浮游生物群落结构与环境变量的相关性 44

图2-6 2013-2022年秋季长江口鱼类浮游生物优势种组成的变化 46

图2-7 2013-2022年长江口秋季鱼类浮游生物群落结构的年际间差异 49

图2-8 2013-2022年长江口秋季鱼类浮游生物（CPUE）的空间分布特征 51

图2-9长江口秋季鱼类浮游生物群落结构与环境变量的相关性 52

图2-10 长江口鱼类浮游生物春季和秋季的丰度变化 54

图2-11 长江口鱼类浮游生物（CPUE）空间分布的季节差异 55

图3-1 LBB模型对小眼绿鳍鱼资源量的评估 64

图3-2 小眼绿鳍鱼早期资源优势度的年际变化 64

图3-3 小眼绿鳍鱼早期资源（CPUE）的空间分布特征 65

图3-4 小眼绿鳍鱼早期资源（CPUE）的空间变化 66

图3-5 小眼绿鳍鱼早期资源的丰度与环境之间的相关性 66

图4-1小眼绿鳍鱼染色体水平基因组组装流程 69

图4-2 用于基因组测序的小眼绿鳍鱼样品的外部形态图 70

图4 3 小眼绿鳍鱼基因组的K-mer分布 78

图4-4 基于Hi-C技术的小眼绿鳍鱼的染色体水平基因组 79

图4-5 小眼绿鳍鱼基因组与其它物种基因组的基因元素的比较 86

图5-1 全基因组重测序的SNP位点数量统计 96

图5-2 全基因组重测序的SNP的分布情况 97

图5-3 全基因组重测序的InDel类型 98

图5-4 蛋白编码区的InDel分布 98

图5-5 全基因组重测序的InDel的分布情况 99

图5-6 基于邻接法（NJ）构建的小眼绿鳍鱼四个地理群体的系统进化树 100

图5-7 小眼绿鳍鱼不同地理群体间的二维主成分分析 101

图5-8 小眼绿鳍鱼的不同地理群体间的三维主成分分析 101

图5-9 小眼绿鳍鱼三个地理群体之间的遗传结构差异 102

图5-10 10-fold交叉验证 103

图5-11 连锁不平衡分析 103

图 5 12 四个地理群体的遗传多样性分析 104

图5-13 不同群体间的遗传分化指数分布图 105

图5-14 不同群体之间在基因组上的群体核苷酸多态性分布 106

图5-15 四个群体基因组水平上的群体中性检验 106

图5-16 不同群体之间候选基因的筛选火山图 107

图5-17 黄渤海和东海群体受选择基因的GO和KEGG富集分析 109

图5-18 黄渤海和日本海域群体受选择基因的GO和KEGG富集分析 110

图5-19 黄渤海和南海群体受选择基因的GO和KEGG富集分析 112

图5-20 东海和日本海域群体受选择基因的GO和KEGG富集分析 114

图5-21 东海和南海群体受选择基因的GO和KEGG富集分析 115

图5-22 日本海域和南海群体受选择基因的GO和KEGG富集分析 117

图6-1 小眼绿鳍鱼各组织样本之间基因表达量的相关性 133

图6-2 不同组织之间的基因表达的相关性 134

图6-3 小眼绿鳍鱼18个组织样本的基因表达相对量 135

图6-4 小眼绿鳍鱼不同组织样本的基因密度分布 136

图6-5 小眼绿鳍鱼不同组织基因表达的组间差异 138

图6-6 不同分组的差异基因的Venn图 139

图 6 7 小眼绿鳍鱼不同组织之间的差异表基因的GO富集分析 141

图6-8 小眼绿鳍鱼胸鳍与其它鳍条差异表达基因的GO富集 142

图6-9 小眼绿鳍鱼不同组织间差异表达基因的KEGG通路富集 144

图6-10 小眼绿鳍鱼胸鳍与其它鳍条差异表达基因的KEGG富集 145

图6-11 小眼绿鳍鱼不同组织的可变剪切事件统计信息 146

图6-12 小眼绿鳍鱼不同组织样本中SNP类型的统计 147

图6-13 小眼绿鳍鱼与其它16个物种的基因家族聚类 150

图6-14 小眼绿鳍鱼特有基因家族在生物过程中的富集 153

图6-15 小眼绿鳍鱼特有基因家族在细胞成分过程中的富集 153

图6-16 小眼绿鳍鱼特有基因家族在分子功能中的富集 154

图6-17 小眼绿鳍鱼特有基因家族的KEGG通路富集 155

图6-18 小眼绿鳍鱼与其它16个物种的系统进化关系 155

图6-19 小眼绿鳍鱼与其它16个物种的基因家族扩张和收缩 156

图6-20 小眼绿鳍鱼的显著收缩基因家族在生物过程中的富集 157

图6-21 小眼绿鳍鱼的显著收缩基因家族在细胞成分中的富集 158

图6-22 小眼绿鳍鱼的显著收缩基因家族在分子功能中的富集 158

图6-23 小眼绿鳍鱼的显著扩展基因家族在生物过程中的富集 160

图6-24 小眼绿鳍鱼的显著扩张基因家族在细胞成分中的富集 160

图6-25 小眼绿鳍鱼的显著扩张基因家族在分子功能中的富集 161

图6-26 小眼绿鳍鱼显著收缩基因家族的KEGG富集 162

图6-27 小眼绿鳍鱼显著扩张基因家族的KEGG富集 162

图6-28 小眼绿鳍鱼与裸盖鱼基因组之间的共线性关系 163

图6-29 小眼绿鳍鱼与圆鳍鱼基因组之间的共线性关系 163

图6-30 小眼绿鳍鱼与三刺鱼基因组之间的共线性关系 164

图6-31 小眼绿鳍鱼与细纹狮子鱼基因组之间的共线性关系 164

图6-32 小眼绿鳍鱼正选择基因在生物过程中的富集 165

图6-33 小眼绿鳍鱼正选择基因在细胞成分中的富集 166

图6-34 小眼绿鳍鱼正选择基因在分子功能中的富集 167

图6-35 小眼绿鳍鱼正选择基因在KEGG通路中的富集 167

图6-36 小眼绿鳍鱼基因组的LTR插入时间分析 168